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羊卵泡卵母细胞孤雌激活研究

作者:张建新,岳文斌,任有
出处:论文网
时间:2007-05-08


    
    2.3  6-DMAP不同处理时间对卵母细胞激活效果的影响  6-DMAP不同处理时间对卵母细胞激活效果见表3。

表3  6-DMAP不同处理时间对卵母细胞激活效果的影响

 

    注:字母a,b,c和d,e,f表示0.01水平差异显著性检验,两组间有相同字母表示差异无显著性(P>0.01);字母a,b,c和d,e,h,k表示0.05水平差异显著性检验,两组间有相同字母表示差异无显著性(P>0.05)

    由表3的统计结果可以看出,成熟卵母细胞用6-DMAP孵育1h、3h卵裂率分别为20.00%和36.19%,显著低于激活5h(45.71%)、7h(48.57%)和9h(46.67%)三组(P<0.01);5h、7h和9h三组之间差异无显著性(P>0.05)。
   
    成熟卵母细胞用6-DMAP孵育1h不能发育到囊胚;孵育3h囊胚率为5.71%,显著低于激活5h(12.38%)、7h(10.48%)和9h(7.62%)三组(P<0.01);孵育5h和7h的囊胚率差异无显著性(P>0.05),但显著高于孵育9h组(P<0.05)。
   
    由此可见,在一定范围内(7h)成熟卵母细胞的卵裂率随与6-DMAP孵育时间延长而提高,时间低于3h卵裂率很低,高于7h卵裂率不再提高;对于囊胚率而言,与6-DMAP孵育时间太短不能发育到囊胚,高于5h囊胚率下降,因此卵母细胞激活后在6-DMAP中的孵育时间以5h左右为宜。
   
    3  讨论
   
    3.1  Ionomycin与不同浓度6-DMAP联合对卵母细胞激活效果的影响  Ionomycin 是一种高效Ca2+载体,对卵母细胞激活非常有效,目前在哺乳动物卵母细胞的激活中得到广泛应用[1]。Ionomycin激活卵母细胞并不直接引起Ca2+的跨膜转运,而是动员细胞内的Ca2+,依次触发Ca2+内流[2],激活的卵母细胞无原核形成,但有关研究证明Ionomycin与蛋白质磷酸化抑制剂6-DMAP联合作用可以有效的提高原核形成率[3],卵母细胞用Ionomycin处理后立即用6-DMAP处理,可以得到高比例的原核形成率(76%)和囊胚发育率(21%)。
   
    6-DMAP阻止蛋白质的磷酸化,抑制促成熟因子(MPF)和细胞静止因子(CSF)的活性,阻止第二极体的排放,MPF活性的下降导致卵母细胞减数分裂的恢复,从而激活卵母细胞[4]。
   
    本实验比较了6-DMAP 在0.5mM、1.0mM、2.0mM和3.0mM下对羊孤雌激活卵母细胞卵裂率的影响,结果表明,用Ionomycin激活的卵母细胞,在2mM 6-DMAP内培养的卵母细胞的卵裂率最高,低浓度的6-DMAP由于不能彻底抑制蛋白质的磷酸化,因而不能充分激活卵母细胞。
   
    3.2  乙醇与不同浓度6-DMAP联合对卵母细胞激活效果的影响  乙醇是一种化学激活剂,它对卵母细胞的激活主要是通过水解细胞膜上4,5-二磷酸磷脂酰肌醇(PIP2)产生1,4,5-三磷酸肌醇(IP3),从而诱发细胞内源Ca2+释放到细胞质,提高了细胞胞内的Ca2+浓度[5]。哺乳动物MII期卵母细胞在含有7%乙醇的培养液中培养5min,可以激活卵母细胞使其形成原核,甚至可以发育到囊胚[6];乙醇对卵母细胞的激活无种间特异性,但在不同动物卵母细胞对乙醇激活的反应不同。
   
    本实验比较了不同6-DMAP浓度对羊孤雌激活卵母细胞卵裂率的影响,结果表明,用7%乙醇激活的卵母细胞,同样在2mM 6-DMAP内培养的卵母细胞的卵裂率最高,这与Ionomycin激活的结果一致。
   
    比较Ionomycin与乙醇对卵母细胞的激活效果,Ionomycin对羊卵母细胞的激活效果比乙醇好,但乙醇的适用性比Ionomycin好。
   
    3.3  6-DMAP不同处理时间对卵母细胞激活效果的影响  无论是Ionomycin还是乙醇,一切激活剂都会影响卵母细胞染色体形成,进而影响孤雌胚后期的发育[7],6-DMAP激活卵母细胞主要通过抑制第二极体的排放,形成二倍体原核[8]。
   
    激活剂对卵母细胞激活的时间直接影响卵母细胞染色体的状态,从而表现为卵裂率与囊胚率的差异。Van De Velde等(1999)用6-DMAP激活小鼠卵母细胞3.5h,其卵裂率与体外受精胚的卵裂率差异不显著,激活时间延长至6.5h,孤雌胚的发育率明显下降,染色体的异常形成率明显升高[7];由此说明6-DMAP通过阻止染色体分开和抑制第二极体排放,诱发卵母细胞活化,延长6-DMAP作用时间会造成纺锤体微管的不可逆损伤,引起异常分裂和非正常倍数的染色体的形成,从而表现为囊胚率的下降。
   
    本试验研究结果表明,成熟卵母细胞用6-DMAP孵育1h、3h卵裂率分别为20.00%和36.19%,显著低于激活5h(45.71%)、7h(48.57%)和9h(46.67%)(P<0.01);5h、7h和9h三组之间差异无显著性(P>0.05)。成熟卵母细胞用6-DMAP孵育1h不能发育到囊胚;孵育3h囊胚率为5.71%,显著低于激活5h(12.38%)、7h(10.48%)和9h(7.62%)(P<0.01);孵育5h和7h的囊胚率差异无显著性(P>0.05),但显著高于孵育9h组(P<0.05)。
   
    由此可见,在一定范围内(7h)成熟卵母细胞的卵裂率随与6-DMAP孵育时间延长而提高,时间低于3h卵裂率很低,高于7h卵裂率不再提高;对于囊胚率而言,与6-DMAP孵育时间太短不能发育到囊胚,高于5h囊胚率下降,因此卵母细胞激活后在6-DMAP中的孵育时间以5h左右为宜。
   
    4  结论
   
    Ionomycin和乙醇都是较好的激活剂,二者与6-DMAP 协同作用激活卵母细胞时6-DMAP 的适宜浓度以2mM为宜,综合比较二者的激活效果,Ionomycin比乙醇激活效果好,但乙醇比Ionomycin简单便捷。
   
    在卵母细胞孤雌激活过程中,6-DMAP对卵母细胞的孵育时间直接影响卵母细胞染色体的活动与状态,从而影响孤雌胚的发育,本研究认为以Ionomycin和乙醇为激活剂时,6-DMAP的孵育时间以5h为宜。

【参考文献】

    1  Alberio R,Kubelka M,Zakhartchenko V,et al.Activation of bovine oocytes by specific inhibition of cyclin-dependent kinases.Molecular Reproduction and Development,2000,55(4): 422-432.
    2  Morgan A,Jacob R.Ionomycin enhances Ca2+ influx by stimulating store- regulated cation entry and not by a direct action at the plasma membrane.Biochemical Journal,1994,300: 665-672.
    3  Susko-Parrish JL,Leibfried-Rutledge ML,Northet DL,et al.Inhibition of protein kinases after induced calcium transient causes transition of bovine oocytes to embryonic cycles without meiotic completion.Developmental Biology,1994,166: 729-739.
    4  Liu L,Yang X.Interplay of maturation-promoting factor and mitogen-activated protein kinase inactivation during metaphase-to-interphase transition of activated bovine oocytes.Biology of Reproduction,1999,61(1): 1-7.
    5  Macháty Z,Prather RS.Strategies for activating nuclear transfer oocytes.Reproduction,Fertility and Development,1998,10: 599-613.
    6  Moraghan L,Yang X,Jiang S.Ethanol and electric pulse induced activation of bovine oocytes matured 23-24 hours in vitro.Theriogenology,1992,37: 262-266.
    7  Van De Velde A,Liu L,Bols PE,et al.Cell allocation and chromosomal complement of parthenogenetic and  ⅣF bovine embryos.Molecular Reproduction and Development,1999,54(1): 57-62.
    8  Liu L.Mitogen-activated protein kinase inactivation during metaphase-to-interphase transition of activated bovine oocytes.Biology of Reproduction,1999,61(2): 65-67.

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